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1. Ecofisiologia delle coltivazioni erbacee
La crescita e la produttività delle specie vegetali sono influenzate da stress abiotici come la limitata disponibilità idrica o di nutrienti, alte temperature, metalli pesanti ed inquinanti presenti nel suolo. Nell’area Mediterranea, nell’attuale scenario del cambiamento climatico, la situazione sarà esacerbata da prolungati periodi di siccità e temperature più elevate, nonché dall’incremento della concentrazione di CO2 atmosferica. Comprendere come le piante rispondono a questi stress abiotici è di primaria importanza per identificare e selezionare i genotipi meglio adattati ad un certo ambiente. Considerato, inoltre, che la disponibilità idrica influenza anche l’assorbimento di nutrienti, metalli pesanti o inquinanti, capire come le piante usano l’acqua è il primo passo per identificare le differenti strategie che le piante adottano per far fronte agli stress di natura abiotica (Figura 1). Inoltre, l’interesse nei confronti di soluzioni che siano di larga applicabilità (es. Biofertilizzanti, biostimolanti) con lo scopo di aumentare la disponibilità idrica e l’efficienza dell’uso dell’acqua per le piante, come dimostrato dalla recente pubblicazione del nuovo regolamento europeo sui prodotti fertilizzanti (CE 2019/1009), è in crescita. In questo senso, la ricerca in questo campo è inserita in un contesto global in evoluzione e di massimizzazione della sostenibilità delle pratiche agricole.
Immagini delle attività di ricerca
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Figura 1. Un sistema di misurazione degli scambi gassosi high- throughput e multicamera è utilizzato per misurare fotosintesi netta e traspirazione, per determinare l’efficienza nell’utilizzo dell’acqua, azoto e radiazione delle colture, nonchè per la determinazione di soglie limite di tolleranza delle differenti specie vegetali a stress di natura abiotica o in risposta a biofertilizzanti (AMF o PGPB) (immagini gentilmente concesse da Alessandra Fracasso).
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Figura 1. Un sistema di misurazione degli scambi gassosi high- throughput e multicamera è utilizzato per misurare fotosintesi netta e traspirazione, per determinare l’efficienza nell’utilizzo dell’acqua, azoto e radiazione delle colture, nonchè per la determinazione di soglie limite di tolleranza delle differenti specie vegetali a stress di natura abiotica o in risposta a biofertilizzanti (AMF o PGPB) (immagini gentilmente concesse da Alessandra Fracasso).
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Figura 1. Un sistema di misurazione degli scambi gassosi high- throughput e multicamera è utilizzato per misurare fotosintesi netta e traspirazione, per determinare l’efficienza nell’utilizzo dell’acqua, azoto e radiazione delle colture, nonchè per la determinazione di soglie limite di tolleranza delle differenti specie vegetali a stress di natura abiotica o in risposta a biofertilizzanti (AMF o PGPB) (immagini gentilmente concesse da Alessandra Fracasso).
Obiettivi
- Valutazione delle performances fotosintetiche delle colture erbacee in risposta ai principali stress abiotici (siccità, salinità, alte temperature, metalli pesanti, inquinanti)
- Simulazione degli effetti del cambiamento climatico (siccità, alte temperature, incremento di CO2 atmosferica) sulle colture erbacee
- Effetto dei biostimolanti sulla fisiologia delle colture erbacee: valutazione delle dinamiche della fotosintesi, crescita e produttività delle colture erbacee (anche tramite UAV)
Attività sperimentali
Esperimenti in serra/camera di crescita al fine di valutare la risposta delle colture erbacee (Figura 1) agli stress di natura abiotica (siccità, salinità, alte temperature, metalli pesanti, inquinanti) ed ai biostimolanti.
Campi sperimentali situati in provincia di Piacenza al fine di quantificare l’effetto degli stress abiotici e dei biofertilizzanti al fine di implementare sistemi di produzione più sostenibili.
L’obiettivo delle attività sperimentali è l’identificazione di approcci agronomici affidabili in risposta all’incertezza climatica e alla variazione nell’accesso alle risorse e al contempo aumentare la sostenibilità globale delle pratiche agricole. La ricerca nell’ambito ecofisiologico è largamente incentrata sulla fotosintesi.Gli strumenti disponibili sono:
- IRGA gas analyzer portatile: Ciras Portable Photosynthesis System (PP Systems)
- Double channel IRGA gas analyzer (“sistema palloni”): Ciras DC (PP Systems)
- Fluorimetro: FMS 2+ (Hansatech)
Sistema palloni
Il sistema di scambi gassosi semiautomatizzato è composto di 12 camere aperte con dimensione variabile e consente la determinazione real-time di fotosintesi (fotosintesi netta, Pn), traspirazione e WUE delle piante. Al cuore del sistema abbiamo un analizzatore di gas IRGA doppio canale che campiona automaticamente e continuamente il flusso d'aria da ciascuna delle camere e memorizza i dati relativi in un database online. Il sistema "palloni" è stato recentemente aggiornato per semplificare il processo di acquisizione, includendo la misurazione del flusso costante e un regolatore del flusso a feedback.
Progetti
» SweetFuel - Sweet sorghum, an alternative energy crop
finanziato dal Settimo Programma Quadro dell’Unione Europea (2009-2013)
» Biosea - Ottimizzazione delle filiere bioenergetiche per una sostenibilità economica e ambientale
finanziato dal Ministero per le Politiche Agricole, Alimentari e Forestali – MIPAAF (2009-2013)
» Multihemp - Multipurpose hemp for industrial bioproducts and biomass
finanziato dal Settimo Programma Quadro dell’Unione Europea (2012-2017)
» Biorest - La strategia per restituire alla città nuovi spazi verdi
finanziato dal programma LIFE (2017-2019)
Gruppo di lavoro
Stefano Amaducci Professore Ordinario |
stefano.amaducci@unicatt.it | ||
Giulia Antonucci |
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Henri Blandinières |
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Amjad Ali Dottorando |
amjad.ali@unicatt.it |
Pubblicazioni
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Amaducci, S., Colauzzi, M., Battini, F., Fracasso, A., & Perego, A. (2016). Effect of irrigation and nitrogen fertilization on the production of biogas from maize and sorghum in a water limited environment. European Journal of Agronomy, 76, 54–65. doi: 10.1016/j.eja.2016.01.019
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Fracasso, A., Trindade, L. M., & Amaducci, S. (2016). Drought stress tolerance strategies revealed by RNA-Seq in two sorghum genotypes with contrasting WUE. BMC Plant Biology, 16(1), x. doi: 10.1186/s12870-016-0800-x
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Fracasso, A., Trindade, L., & Amaducci, S. (2016a). Drought tolerance strategies highlighted by two Sorghum bicolor races in a dry-down experiment. Journal of Plant Physiology, 190, 1–14. doi: 10.1016/j.jplph.2015.10.009
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Fracasso, A., Perego, A., & Amaducci, S. (2017). Characterisation of ten commercial sorghum genotypes grown under water-limited conditions for bioenergy production in Mediterranean environment. Italian Journal of Agronomy, x.doi: 10.4081/ija.2017.898
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Fracasso, A., Magnanini, E., Marocco, A., & Amaducci, S. (2017a). Real-Time Determination of Photosynthesis, Transpiration, Water-Use Efficiency and Gene Expression of Two Sorghum bicolor (Moench) Genotypes Subjected to Dry-Down. Frontiers in Plant Science, 8. doi: 10.3389/fpls.2017.00932
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Fracasso, A., Telò, L., Lanfranco, L., Bonfante, P., & Amaducci, S. (2020). Physiological Beneficial Effect of Rhizophagus intraradices Inoculation on Tomato Plant Yield under Water Deficit Conditions. Agronomy, 10(1), 71.doi: 10.3390/agronomy10010071
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Pasini, L., Bergonti, M., Fracasso, A., Marocco, A., & Amaducci, S. (2014). Microarray analysis of differentially expressed mRNAs and miRNAs in young leaves of sorghum under dry-down conditions. Journal of Plant Physiology, 171(7), 537–548. doi: 10.1016/j.jplph.2013.12.014
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Tang, K., Struik, P. C., Amaducci, S., Stomph, T.-J., & Yin, X. (2017). Hemp (Cannabis sativa L.) leaf photosynthesis in relation to nitrogen content and temperature: implications for hemp as a bio-economically sustainable crop. GCB Bioenergy, 9(10), 1573–1587. doi: 10.1111/gcbb.12451
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Tang, K., Fracasso, A., Struik, P. C., Yin, X., & Amaducci, S. (2018). Water- and Nitrogen-Use Efficiencies of Hemp (Cannabis sativa L.) Based on Whole-Canopy Measurements and Modeling. Frontiers in Plant Science, 9, x. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00951
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